發(fā)布時間：2017-06-04 21:10

  本文關鍵詞：吲哚胺2，3-雙加氧酶轉染骨髓間充質(zhì)干細胞誘導移植免疫耐受的實驗研究，，由筆耕文化傳播整理發(fā)布。

【摘要】：研究背景：隨著各種新型免疫抑制劑的問世,移植外科技術的進步,器官移植已經(jīng)成為了治療器官功能衰竭最佳的方案。然而,器官移植術后長期、大劑量使用免疫抑制劑所導致的嚴重副作用(如重癥感染、骨髓抑制、糖代謝紊亂等)卻顯著影響了移植受體的長期生存。因此,如何誘導受體產(chǎn)生供體特異性免疫耐受,減少免疫抑制劑的大量使用,成為了移植免疫界一直以來的研究重點。上個世紀以來,研究者們發(fā)現(xiàn)骨髓間充質(zhì)干細胞(Mesenchymal stem cells, MSCs)不僅具有定向分化能力,同時還具有一定的免疫抑制作用。體外實驗證實MSCs可在一定程度內(nèi)抑制T細胞的活化與增殖,誘導移植免疫耐受形成,因此MSCs已被廣泛應用于移植免疫耐受的研究中。但同時有研究顯示,MSCs相對于CD4+CD25+Tregs等具有顯著免疫抑制作用的細胞而言,其免疫抑制作用相對較弱。具體體現(xiàn)在：相同比例的CD4+CD25+Tregs對效應性T細胞產(chǎn)生的免疫抑制效應明顯強于骨髓間充質(zhì)干細胞；部分器官移植動物實驗證實,骨髓間充質(zhì)干細胞不僅不能有效抑制急性排斥反應的發(fā)生,更不能誘導移植免疫耐受的形成。另外有報道稱雖然MSCs具有明確的免疫抑制作用,但將其應用于臨床,誘導受體產(chǎn)生供體特異性免疫耐受仍面臨較多問題：①MSCs誘導免疫耐受形成的主要分子及細胞機制仍不十分清楚；②MSCs的免疫抑制效應較弱,即使使用較高劑量其產(chǎn)生的免疫抑制效應仍低于常規(guī)免疫抑制劑；③MSCs在體的存活時間不長,短時間內(nèi)難以誘導耐受形成；④大劑量使用MSCs具有一定風險,如血管微血栓形成及器官梗死、致瘤、感染等；⑤大批量培養(yǎng)生產(chǎn)MSCs以供臨床使用,不具備可操作性。因此,應用骨髓間充質(zhì)干細胞防治移植排斥反應,誘導移植免疫耐受形成的觀點仍具有爭議。結合既往研究結果,我們認為上述問題的關鍵可能在于野生型骨髓間充質(zhì)干細胞的免疫抑制作用相對低下。因此,如何增強骨髓間充質(zhì)干細胞的免疫抑制作用,使其在安全劑量范圍內(nèi)即可達到理想的免疫抑制效應；增強骨髓間充質(zhì)干細胞的免疫抑制作用后是否可誘導受體免疫耐受形成,成為了本實驗的研究的方向。MSCs產(chǎn)生免疫抑制作用的機制包括細胞-細胞接觸及其分泌的細胞因子。其中一個重要的分子機制即為MSCs所分泌的抑制性細胞因子——吲哚胺2,3-雙加氧酶(Indoleamine 2,3-Dioxgenase, IDO)。體外實驗證實,采用IDO抑制劑1-MT阻斷IDO的作用后,MSCs的免疫抑制作用被大大削弱甚至消除。另外,有動物實驗發(fā)現(xiàn)嚙齒類動物骨髓間充質(zhì)干細胞極低水平表達IDO蛋白；IDO濃度與免疫耐受的形成密切相關。因此通過基因轉染技術,使兔源性骨髓間充質(zhì)干細胞高表達IDO蛋白,是否可增強骨髓間充質(zhì)干細胞的免疫抑制作用,最終誘導供體特異性免疫耐受值得研究。目的：通過慢病毒轉染技術,將兔源性IDO基因轉入兔骨髓問充質(zhì)干細胞內(nèi),增強MSCs的免疫抑制作用,誘導CD4+CD25+Tregs生成。并通過上調(diào)Tregs對抑制性協(xié)同刺激分子CTLA-4及免疫抑制性細胞因子IL-10、TGF-β的表達,提升Tregs的抗原特異性免疫抑制作用,從而防治急性排斥反應,誘導供體特異性移植免疫耐受的形成。方法：1.兔骨髓間充質(zhì)干細胞的分離與培養(yǎng)：因家兔屬嚙齒科動物,各品系遺傳穩(wěn)定,且便于腎移植手術的實施,故本研究采用家兔骨髓間充質(zhì)干細胞及移植模型作為研究對象。骨穿針穿取兔股骨獲得骨髓懸液。密度梯度離心法獲取骨髓懸液中單個核細胞層。于DMEM/F12完全培養(yǎng)基內(nèi)貼壁生長兩天后去除懸浮細胞,繼續(xù)培養(yǎng)七天后傳代。2.攜帶IDO基因慢病毒的構建：GenBank搜索獲得兔源性IDO基因序列信息。RT-PCR擴增、純化IDO序列。酶切消化慢病毒載體質(zhì)粒GV218后,將擴增的IDO序列與之拼接,挑選陽性克隆(pGC-FU-GFP-IDO)。純化的陽性克隆質(zhì)粒與載體質(zhì)粒pHelper1.0 及 pHelper2.0共同轉染入293細胞內(nèi),使目的基因與慢病毒載體在293細胞內(nèi)重組整合為攜帶IDO基因的慢病毒(pGC-FU-GFP-IDO lentivirus)。3.慢病毒感染骨髓間充質(zhì)干細胞：感染前12小時消化調(diào)整MSCs密度為4.5×103/孔,將其于六孔板內(nèi)貼壁培養(yǎng)12小時后加入1ml含ploy brene的增強感染液及空載慢病毒(pGC-FU-GFP lentivirus MOI=100)或IDO陽性慢病毒(pGC-FU-GFP-IDO lentivirus MOI=120)。待細胞貼壁長滿后加入20ug Fe/ml Molday ION Rhodamine B繼續(xù)培養(yǎng)12小時。消化上述MSCs并制懸,以備動物模型注射使用。4.免疫蛋白印跡分析：慢病毒轉染的MSCs在500IU/ml IFN-γ環(huán)境下培養(yǎng)3天,收集細胞裂解液。以兔源IDO單克隆抗體行免疫蛋白印跡(Westernblot)分析。5.混合淋巴細胞培養(yǎng)：為了檢測野生型MSCs (WT-MSCs)、空載病毒轉染MSCs (Lenti-MSCs)及IDO慢病毒轉染MSCs (IDO-MSCs)對T淋巴細胞的免疫抑制作用,三種細胞均按MSCs:T=1：1； 1：25； 1：50； 1：100的比例與2×10。個CD4+CD25-Teffs共培養(yǎng)72小時。于培養(yǎng)結束前16小時加入。H-tritiated thymidine (3H-TdR),測定CPM值以反映T細胞增殖情況；為了檢測轉染MSCs誘導Tregs產(chǎn)生的抗原特異性免疫抑制作用,新西蘭兔來源的轉染MSCs與日本大耳白兔來源的PBMCs共培養(yǎng)72小時后,采用流式分選技術分選其中的CD4+CD25+Tregs及CD4+CD25T細胞。其中CD4+CD25+Tregs作為抑制細胞,CD4+CD25-T細胞作為反應細胞,Y射線滅活的新西蘭兔來源PBMCs作為刺激細胞。抑制細胞、刺激細胞及反應細胞按1：2：2比例混合培養(yǎng)72小時后同上述方法測定其CPM值；6.流式細胞分析及細胞分選：外周血單個核細胞(PBMCs)與慢病毒轉染MSCs共培養(yǎng)后采用FITC-CD4、 APC-CD25、PE-Foxp3單克隆抗體染色,利用流式細胞術檢測共培養(yǎng)PBMCs中CD4+CD25+Tregs的含量；采用FITC-CD4及APC-CD25單克隆抗體染色后,利用流式細胞分選技術,分選出CD4+CD25+ T細胞(即CD4+CD25+Tregs)及CD4+CD25-T細胞(即CD4+CD25-Teffs)亞群；利用FITC-CTLA-4單克隆抗體染色后,流式細胞技術檢測Tregs表面CTLA-4的表達情況。7. Real-Time PCR:PBMCs與慢病毒轉染MSCs共培養(yǎng)后,根據(jù)Foxp3的特異性引物序列行RT-PCR,檢測共培養(yǎng)PBMCs中Foxp3的表達情況。8.兔原位腎移植：常規(guī)切取新西蘭兔左。腎作為供腎。同時切除受體日本大耳白兔左腎,并將供腎行原位腎動、靜脈、輸尿管端-端吻合,最后切除受體右腎。受體根據(jù)治療方案分為以下5組(各組n=5)：①對照組(Control):腎移植術后接受PBS靜脈注射治療；②環(huán)孢素A治療組(CsA)：腎移植術后立即靜脈注射10mg/Kg環(huán)孢素。術后15天,每天接受上述劑量環(huán)孢素治療,此后改為每周三次上述劑量環(huán)孢素治療；③野生MSCs治療組(WT-MSCs):'腎移植術后立即經(jīng)腎動脈注射2×10。/Kg WT-MSCs治療；④空載病毒轉染MSCs組(Lenti-MSCs):腎移植術后立即經(jīng)腎動脈注射2×106/Kg Lenti-MSCs治療；⑤IDO轉染MSCs組(IDO-MSCs):腎移植術后立即經(jīng)腎動脈注射2X 106/KgIDO-MSCs治療。9.術后監(jiān)測及供體特異性皮膚移植：于腎移植術后第1,7,14,28,49天分別采集受體外周血,監(jiān)測血清肌酐、IL-2、IL-10、TGF-β等細胞因子及CD4+CD25+Tregs水平。術后第7天及第14天分別收獲Control組及其他組別的移植腎組織行病理學檢查(n=3),根據(jù)Banff評分系統(tǒng)評判移植腎病理得分。同時,移植腎組織切片后行激光共聚焦掃描檢測,分析輸注的MSCs的分布情況。為了驗證IDO-MSCs組中長期存活受體疫耐受的形成,取IDO-MSCs組中長期存活受體(生存天數(shù)90天)的外周血并分離PBMCs細胞。受體PBMCs細胞與供體新西蘭兔來源、非供體新西蘭兔來源及第三方日本大耳白兔來源的PBMCs (輻照滅活)按1：1混合,培養(yǎng)72小時后測定其CPM值,明確培養(yǎng)體系中淋巴細胞活化增殖狀態(tài)。同時,長期存活的受體接受供體新西蘭兔來源、非供體新西蘭兔來源及第三方日本大耳白兔來源的背部全層皮片移植,移植后每天觀察移植皮片的存活情況。結果：1.兔骨髓間充質(zhì)干細胞的分離與培養(yǎng)：采集的骨髓細胞經(jīng)培養(yǎng)3小時后開始貼壁,48小時后貼壁細胞變形,呈典型的紡錘體狀或纖維細胞樣生長。培養(yǎng)六天后原代MSCs融合達80%,予傳代。傳代細胞培養(yǎng)三天后,細胞融合即可達80%以上,可穩(wěn)定傳代生長。2.IDO基因慢病毒的構建及MSCs轉染：質(zhì)粒載體GV218經(jīng)AgeI酶切后,加入擴增IDO序列(PCR產(chǎn)物大�。�1243bp)構建重組質(zhì)粒。重組質(zhì)粒轉染293T細胞后于細胞內(nèi)合成陽性克隆慢病毒并分泌于外周培養(yǎng)基內(nèi)。收集病毒上清并提純,最終病毒滴度檢測結果為2×108TU/ml。第三代(P3)MSCs按MOI=100及120分別感染空載病毒pGC-FU-GFP 及 IDO陽性病毒pGC-FU-GFP-IDO24小時后,于倒置熒光顯微鏡下觀察到貼壁細胞發(fā)出淺淡綠色熒光,細胞感染率20%-30%。96小時后熒光強度達峰,80%以上MSCs高強度表達綠色熒光蛋白。3.IDO慢病毒轉染MSCs穩(wěn)定高表達IDO蛋白：慢病毒轉染MSCs全細胞裂解后經(jīng)免疫蛋白印跡(Westernblot)分析,在500IU/mlIFN-γ作用下,野生型及空載病毒轉染MSCs極低水平表達IDO蛋白,而pGC-FU-GFP-ID O病毒轉染MSCs可穩(wěn)定高表達IDO蛋白(分子量大小43KDa)。4.IDO轉染可增強MSCs對CD4+CD25-T增殖的抑制作用：單向淋巴細胞混合實驗(MLR)結果顯示：C D4+CD25- T在PHA刺激下明顯增殖。CD4+CD25- T與各類MSCs按1：1、25：1、50：1、100：1混合培養(yǎng)后,部分MSCs比例條件下的T細胞增殖受到抑制；CD4+CD25-T細胞增殖抑制程度與MSCs細胞比例正相關。相同細胞比例條件下,IDO-MSCs對CD4+CD25- T細胞的增殖抑制程度明顯強于其他MSCs。WT-MSCs與Lenti-MSCs 僅在 MSCs:T比例為1：1至1：25時,表現(xiàn)出抑制功能,當MSCs：T比例達到1：50后,MSCs對T細胞的免疫抑制作用基本消失,而IDO-MSCs仍可發(fā)揮免疫抑制功能。5.IDO轉染MSCs明顯增強CD4+CD25+Tregs的抗原特異性免疫抑制作用：日本大耳白兔來源的PBMCs與新西蘭兔來源的WT-MSCs、Lenti-MSCs、 IDO-MSCs共培養(yǎng)后,經(jīng)流式細胞技術分選出的CD4+CD25+Tregs作為抑制細胞。按日本大耳白兔來源CD4+CD25-T:γ射線滅活的新西蘭兔來源PBMCs:抑制細胞=2：2：1的比例共培養(yǎng)72小時后,檢測培養(yǎng)體系中淋巴細胞增殖情況。結果顯示IDO-MSCs共培養(yǎng)的Tregs抑制效應性T細胞增殖的抑制率較其他實驗組明顯升高,差異具有統(tǒng)計學意義(P0.05)。而其他各組間的細胞增殖抑制率無明顯統(tǒng)計學差異(P0.05)。6.IDO轉染骨髓間充質(zhì)干細胞明顯誘導CD4+CD25+Tregs生成：PBMCs與WT-MSCs、Lenti-MSCs或IDO-MSCs共培養(yǎng)72小時后,經(jīng)流式細胞技術分析。結果顯示W(wǎng)T-MSCs 及 Lenti-MSCs分別與PBMCs共培養(yǎng)后,PBMCs中的CD4+CD25+Tregs比例較無MSCs共培養(yǎng)組明顯升高(P0.05)。然而IDO-MSCs與PBMCs共培養(yǎng)中,Tregs比例較WT-MSCs及Lenti-MSCs共培養(yǎng)組明顯升高(P0.05)。另外,據(jù)RT-PC R結果得知,WT-MSCs及Lenti-MSCs 與 PBMCs共培養(yǎng)后可上調(diào)Foxp3的表達水平,而IDO-MSCs較WT-MSCs及Lenti-MSCs可更顯著上調(diào)Foxp3的表達水平(P0.05)。7.IDO轉染骨髓間充質(zhì)干細胞誘導Tregs表達CTLA-4:CTLA-4為CD4+CD25+Tregs發(fā)揮抑制作用的主要共抑制分子。本實驗研究發(fā)現(xiàn)WT-MSCs及Lenti-MSCs 與 CD4+CD25+Tregs共培養(yǎng)后,可在一定程度上調(diào)CD4+CD25+ Tregs表達的CTLA-4分子；而當CD4+CD25+Tregs與IDO-MSCs共培養(yǎng)后,其表面CTLA-4分子的表達水平較WT-MSCs及Lenti-MSCs共培養(yǎng)組明顯升高(P0.05)。8.IDO轉染骨髓間充質(zhì)干細胞誘導Tregs分泌IL-10、TGF-β:不同MSCs與CD4+CD25+Tregs共培養(yǎng)后,經(jīng)ELISA分析共培養(yǎng)上清的細胞因子濃度。結果顯示：Tregs分別與WT-MSCs、Lenti-MSCs及IDO-MSCs共培養(yǎng)后,IDO-MSCs共培養(yǎng)組中的IL-10及TGF-β水平明顯高于WT-MSCs及Lenti-MSCs共培養(yǎng)組(P0.05),但各共培養(yǎng)組中的PGE2分泌水平卻無明顯統(tǒng)計學差異(P0.05)。9.IDO轉染骨髓間充質(zhì)干細胞減輕排斥反應,延長移植腎存活時間并誘導受體免疫耐受：分別于術后1、7、14、28、49天檢測血清肌酐水平(SCr),結果顯示對照組移植腎功能持續(xù)惡化,移植后第7天SCr明顯升高(P0.05)。WT-MSCs與Lenti-MSCs治療組SCr于移植后第14天明顯升高(P0.05),且明顯高于CsA與IDO-MSCs治療組(P0.05)。同時,移植腎病理檢查結果提示：CsA與IDO-MSCs治療組移植腎基本保持正常腎臟形態(tài),僅伴有少量局灶性單核細胞浸潤腎小球,腎小管及血管區(qū)無明顯浸潤。對照組移植腎則有大量炎性浸潤,表現(xiàn)為大量單核細胞及淋巴細胞浸潤腎小管及血管區(qū)。腎小管上皮細胞腫脹、脫落、壞死,小管內(nèi)大量管型；腎血管管壁炎性浸潤伴纖維素樣壞死。與對照組類似,WT-MSCs與Lenti-MSCs治療組在腎間質(zhì)也出現(xiàn)了大量的炎性浸潤,甚至部分小動脈管壁出現(xiàn)纖維素樣壞死。生存曲線分析結果顯示：WT-MSCs與Lenti-MSCs治療組平均生存天數(shù)長于對照組,P0.05)；而IDO-MSCs與CsA治療組的生存天數(shù)則明顯長于WT-MSCs與Lenti-MSCs治療組(P0.05)。然而,IDO-MSCs與CsA治療組間的生存天數(shù)無明顯統(tǒng)計學差異(P0.05)。在監(jiān)測受體移植腎功能的同時,本實驗也對受體的免疫狀態(tài)進行了追蹤。ELISA結果顯示所有實驗組受體體內(nèi)IL-2水平在術后均有不同程度的升高,尤其是對照組,于術后7天達峰(P0.05)。在WT-MSCs與Lenti-MSCs治療組中,IL-2于術后14天達峰(P0.05),且均明顯高于CsA及IDO-MSCs治療組。在IDO-MSCs治療組中,IL-2水平于術后14天回到并保持術前水平。然而,在CsA治療組中IL-2水平于術后7天持續(xù)下降,術后49天仍明顯低于術前水平(P0.05)。類似的,IL-10及TGF-p水平在IDO-MSCs中持續(xù)升高(P0.05),而在對照組及WT-MSCs與Lenti-MSCs治療組中,IL-10及TGF-p水平明顯降低(P0.05)。流式細胞技術監(jiān)測受者外周血中CD4+CD25+Tregs含量,結果顯示IDO-MSCs治療組中Tregs含量明顯高于其他各實驗組(P0.05)。另外,為了驗證IDO-MSCs誘導受體長期免疫耐受的形成,本實驗對長期存活的IDO-MSCs治療組進行了MLR及供體特異性皮膚移植實驗。MLR結果顯示：受體日本大耳白兔來源的PBMCs細胞與供體新西蘭兔來源的PBMCs共培養(yǎng)后,淋巴細胞的增殖程度明顯低于與非供體新西蘭兔來源、第三方(無關方)日本大耳白兔來源的PBMCs共培養(yǎng)組(P0.05)。同時,供體特異性皮膚移植實驗結果顯示：IDO-MSCs治療組中,長期存活的腎移植受體,可在無抗排斥藥物的干預下,長期接受供體來源的皮片移植,但卻明顯排斥非供體新西蘭兔來源及第三方日本大耳白兔來源的皮片。結論：1、慢病毒載體可將兔源性IDO基因成功轉入兔骨髓間充質(zhì)干細胞,并使兔骨髓間充質(zhì)干細胞穩(wěn)定、持續(xù)、高水平表達IDO蛋白。2、IDO轉染骨髓間充質(zhì)干細胞后,可增強骨髓間充質(zhì)干細胞對效應性T細胞的直接免疫抑制作用。3、IDO轉染骨髓間充質(zhì)干細胞后可增強骨髓間充質(zhì)干細胞誘導CD4+CD25+Tregs生成的作用。同時,IDO轉染的骨髓間充質(zhì)干細胞通過上調(diào)Treg表達的CTLA-4及IL-10、TGF-β而增強Tregs的抗原特異性免疫抑制效應。4、 IDO轉染的骨髓間充質(zhì)干細胞可通過誘導CD4+CD25+Tregs的生成并增強Tregs的免疫抑制作用,一定程度內(nèi)減輕急性排斥反應,延長受體生存時間,誘導部分受體形成供體特異性移植免疫耐受。綜上所述,慢病毒介導的基因轉染技術可有效將兔源IDO基因轉入兔骨髓間充干細胞內(nèi),并使其高水平表達IDO蛋白,從而增強骨髓間充質(zhì)干細胞的免疫抑制作用,誘導CD4+CD25+Tregs生成,并增強CD4+CD25+Tregs的抗原特異性免疫抑制作用,減輕急性排斥反應,最終誘導部分受體產(chǎn)生供體特異性移植免疫耐受。以上研究結果為探討骨髓間充質(zhì)干細胞誘導免疫耐受形成的機制提供了一種細胞及分子理論,更為臨床應用骨髓間充質(zhì)干細胞防治移植排斥反應、誘導供體特異性免疫耐受打下堅實的基礎。
【關鍵詞】：骨髓間充質(zhì)干細胞 Indoleamine 2 3-Dioxgenase 調(diào)節(jié)性T細胞 器官移植 移植免疫耐受
【學位授予單位】：第三軍醫(yī)大學
【學位級別】：博士
【學位授予年份】：2015
【分類號】：R617
【目錄】：

• 英文縮寫一覽表6-8
• 英文摘要8-16
• 中文摘要16-23
• 第一章 前言23-26
• 第二章 兔源性骨髓間充質(zhì)干細胞的分離、培養(yǎng)及其鑒定26-41
• 2.1 兔源性骨髓間充質(zhì)干細胞的分離與培養(yǎng)26-30
• 2.1.1 材料與方法26-29
• 2.1.2 實驗結果29-30
• 2.1.3 小結30
• 2.2 兔源性骨髓間充質(zhì)干細胞的表型鑒定30-34
• 2.2.1 材料與方法30-32
• 2.2.2 實驗結果32-34
• 2.2.3 小結34
• 2.3 兔源性骨髓間充質(zhì)干細胞的干性鑒定34-41
• 2.3.1 材料與方法35-38
• 2.3.2 實驗結果38-39
• 2.3.3 討論39-41
• 第三章 攜帶IDO基因慢病毒的構建及骨髓間充質(zhì)干細胞的轉染41-76
• 3.1 過表達慢病毒表達載體質(zhì)粒的構建41-52
• 3.1.1 材料與方法42-48
• 3.1.2 實驗結果48-51
• 3.1.3 小結51-52
• 3.2 過表達慢病毒的包裝及滴度檢測52-65
• 3.2.1 材料與方法52-59
• 3.2.2 實驗結果59-64
• 3.2.3 小結64-65
• 3.3 重組慢病毒轉染骨髓間充質(zhì)干細胞65-76
• 3.3.1 材料與方法65-70
• 3.3.2 實驗結果70-72
• 3.3.3 小結72-73
• 3.3.4 討論73-76
• 第四章 IDO轉染骨髓間充質(zhì)干細胞的免疫調(diào)節(jié)作用的體外研究76-113
• 4.1 IDO轉染骨髓間充質(zhì)干細胞對CD4~+CD25~-T細胞增殖作用的影響76-84
• 4.1.1 材料與方法76-80
• 4.1.2 實驗結果80-84
• 4.1.3 小結84
• 4.2 IDO轉染骨髓間充質(zhì)干細胞對CD4~+CD25~+Tregs抗原特異性免疫抑制作用的影響84-90
• 4.2.1 材料與方法85-87
• 4.2.2 實驗結果87-90
• 4.2.3 小結90
• 4.3 IDO轉染骨髓間充質(zhì)干細胞對誘導型CD4~+CD25~+Tregs生成的影響90-101
• 4.3.1 材料與方法90-96
• 4.3.2 實驗結果96-101
• 4.3.3 小結101
• 4.4 IDO轉染骨髓間充質(zhì)干細胞增強Tregs免疫抑制功能的機制研究101-113
• 4.4.1 材料與方法102-105
• 4.4.2 實驗結果105-109
• 4.4.3 小結109-110
• 4.4.4 討論110-113
• 第五章 IDO轉染骨髓間充質(zhì)干細胞誘導腎移植受體免疫耐受的在體研究113-141
• 5.1 家兔原位腎移植模型的構建及免疫抑制方案113-118
• 5.1.1 材料與方法113-116
• 5.1.2 實驗結果116-118
• 5.1.3 小結118
• 5.2 移植腎功能監(jiān)測及病理分析118-126
• 5.2.1 材料與方法118-120
• 5.2.2 實驗結果120-126
• 5.2.3 小結126
• 5.3 移植受體的免疫狀態(tài)監(jiān)測126-141
• 5.3.1 材料與方法127-129
• 5.3.2 實驗結果129-137
• 5.3.3 小結137-138
• 5.3.4 討論138-141
• 全文結論141-142
• 參考文獻142-151
• 文獻綜述 Indoleamine 2,3-Dioxgenase與免疫耐受151-162
• 參考文獻156-162
• 在讀期間發(fā)表文章162
• 在讀期間發(fā)表專利162
• 在讀期間參加會議162-163
• 致謝163

【相似文獻】

中國期刊全文數(shù)據(jù)庫 前10條

1 黃建釗,夏穗生;對肝移植免疫耐受機理研究的思索[J];中國普外基礎與臨床雜志;2000年04期

2 孫治君;誘導器官移植免疫耐受研究進展[J];重慶醫(yī)科大學學報;2000年03期

3 楊宇如,王坤杰;器官移植免疫耐受的評價[J];當代醫(yī)學;2001年11期

4 石炳毅;器官移植免疫耐受的研究進展[J];解放軍醫(yī)學雜志;2002年10期

5 接英;自然殺傷T細胞與角膜移植免疫耐受[J];國外醫(yī)學(眼科學分冊);2004年01期

6 楊少奇;肝移植免疫耐受研究進展[J];寧夏醫(yī)學雜志;2004年06期

7 黃厚鋒,李漢忠;移植免疫耐受的研究進展[J];國外醫(yī)學(移植與血液凈化分冊);2005年04期

8 嚴媚;溫丙昭;;移植免疫耐受[J];新疆醫(yī)科大學學報;2006年07期

9 劉宏;吳雄飛;;記憶T細胞與移植免疫耐受[J];中國藥業(yè);2008年13期

10 張勇;趙振林;;移植免疫耐受的研究及進展[J];臨床醫(yī)藥實踐;2009年22期

中國重要會議論文全文數(shù)據(jù)庫 前10條

1 段連寧;;殺傷細胞抑制性受體參與移植免疫耐受研究[A];第三屆全國血液免疫學學術大會論文集[C];2003年

2 王錫華;吳軍;解志杰;袁軍;賀偉峰;陳希煒;易紹萱;;同種異種胎胸腺混合移植誘導供者皮膚移植免疫耐受的實驗研究[A];第五屆全國燒傷救治專題研討會燒傷后臟器損害的臨床救治論文匯編[C];2007年

3 祝哲誠;王以巧;沈柏用;程東峰;彭承宏;李宏為;;細胞凋亡誘導大鼠肝移植免疫耐受的實驗研究[A];2013中國器官移植大會論文匯編[C];2013年

4 杜源;馬潞林;;未成熟樹突狀細胞誘導糖尿病小鼠異種胰島細胞移植免疫耐受的研究[A];第十六屆全國泌尿外科學術會議論文集[C];2009年

5 蔡蓓;王蘭蘭;;調(diào)節(jié)性T淋巴細胞在抑制移植排斥反應和誘導移植免疫耐受中的研究進展[A];中華醫(yī)學會第七次全國中青年檢驗醫(yī)學學術會議論文匯編[C];2012年

6 袁彥平;王立;孫愷;;不同小鼠之間異種骨髓移植免疫耐受的實驗研究[A];中國實驗動物學會第五屆學術年會論文匯編[C];2000年

7 王錫華;吳軍;解志杰;賀偉峰;陳希煒;羅高興;易紹萱;;混合胸腺移植誘導異種皮膚移植免疫耐受的實驗研究[A];第六屆全國燒傷救治專題研討會論文匯編[C];2009年

8 李先亮;李平;韓東冬;寇建濤;樊華;賀強;;免疫細胞的互噬作用在器官移植免疫耐受誘導中的作用[A];2013中國器官移植大會論文匯編[C];2013年

9 夏小平;;視網(wǎng)膜移植基礎研究：15—脫氧精胍酸誘導小鼠移植免疫耐受[A];中華醫(yī)學會第十二屆全國眼科學術大會論文匯編[C];2007年

10 祝哲誠;王以巧;沈柏用;程東峰;彭承宏;李宏為;;TH1/TH2細胞因子變化在大鼠肝移植免疫耐受中的作用[A];2013中國器官移植大會論文匯編[C];2013年

中國重要報紙全文數(shù)據(jù)庫 前1條

1 記者 楊麗佳;移植免疫耐受研究獲得突破[N];健康報;2001年

中國博士學位論文全文數(shù)據(jù)庫 前10條

1 劉琛;PD-L1-IgG1融合蛋白維持DC末成熟狀態(tài)在誘導心臟移植免疫耐受中的效應與機制研究[D];復旦大學;2013年

2 何躍;吲哚胺2，3-雙加氧酶轉染骨髓間充質(zhì)干細胞誘導移植免疫耐受的實驗研究[D];第三軍醫(yī)大學;2015年

3 張雷;FTY720作用機制及誘導移植免疫耐受的研究[D];第二軍醫(yī)大學;2002年

4 劉宏宇;PD-L1/PD-1共抑制信號通路在誘導小鼠肝移植免疫耐受中作用機制的研究[D];吉林大學;2014年

5 周景師;調(diào)節(jié)樹突狀細胞亞群誘導移植免疫耐受的實驗研究[D];中國人民解放軍第四軍醫(yī)大學;2003年

6 邱明鏈;FasL和TGF-β1基因共修飾樹突狀細胞誘導大鼠肝移植免疫耐受的實驗研究[D];福建醫(yī)科大學;2008年

7 楊寧;HLA-G誘導肝臟移植免疫耐受的研究[D];第二軍醫(yī)大學;2004年

8 韓澍;吲哚胺2，3-過氧化酶基因修飾的骨髓樹突狀細胞誘導移植免疫耐受的作用及其機理[D];第二軍醫(yī)大學;2003年

9 汪泳;siRNA沉默Rel-A基因表達誘導大鼠肝移植免疫耐受的實驗研究[D];蘇州大學;2009年

10 孫爾維;供者凋亡細胞誘導移植免疫耐受機制研究[D];華中科技大學;2008年

中國碩士學位論文全文數(shù)據(jù)庫 前10條

1 王明;免疫抑制劑及凋亡細胞誘導移植免疫耐受的實驗研究[D];南方醫(yī)科大學;2010年

2 董麗英;大鼠不同表型樹突狀細胞介導肝移植免疫耐受的體外實驗研究[D];昆明醫(yī)科大學;2012年

3 劉玉杰;未成熟樹突狀細胞誘導大鼠移植免疫耐受的實驗研究[D];青島大學;2006年

4 羅向東;異基因脾細胞誘導大鼠心臟移植免疫耐受的實驗研究[D];廣西醫(yī)科大學;2006年

5 劉亞飛;CTLA4-lg誘導大鼠肝移植免疫耐受的實驗研究[D];昆明醫(yī)科大學;2012年

6 李紅衛(wèi);阻斷B7/CD28通路在誘導異種小動物心臟移植免疫耐受的實驗研究[D];蘇州大學;2004年

7 李霄;體外聯(lián)合應用IL-10和甲基強的松龍?zhí)幚順渫粻罴毎T導移植免疫耐受的研究[D];第四軍醫(yī)大學;2007年

8 賴星;抑制組蛋白去乙酰化酶11活性誘導大鼠肝移植免疫耐受的機制研究[D];重慶醫(yī)科大學;2011年

9 余云生;大動物胸腺修飾誘導同種心臟移植免疫耐受的實驗研究[D];蘇州大學;2001年

10 章傳凱;骨髓間充質(zhì)干細胞聯(lián)合IL-6單克隆抗體誘導心臟移植免疫耐受的研究[D];蘇州大學;2012年

  本文關鍵詞：吲哚胺2，3-雙加氧酶轉染骨髓間充質(zhì)干細胞誘導移植免疫耐受的實驗研究，由筆耕文化傳播整理發(fā)布。

本文編號：422135